ادبیات نظری تحقیق اسیدهای چرب و باروری طیور، گیاه رزماری و فراسنجه های کیفی اسپرم و باروری خروس ها (docx) 36 صفحه

دسته بندی : تحقیق

نوع فایل : Word (.docx) ( قابل ویرایش و آماده پرینت )

تعداد صفحات: 36 صفحه

قسمتی از متن Word (.docx) :

مدیریت خروس ها در گله مادر وظیفه خروس، تولید اسپرم و تلقیح مرغ است. اسپرم سازی از زمان بلوغ جنسی آغاز می‌شود. پس از آن، وزن بیضه ها افزایش می یابد، به گونه‌ای که در خروس های بزرگسال وزن بیضه ها به 10 برابر می رسد. دامنه پراکنش برای حجم منی خروس 08/0 تا 9/0 سی‌سی و برای غلظت اسپرم در منی، 5/3 تا 8 بیلیون گزارش شده است (اتچز، 1380). رشد اولين ويژگي مورد نظر در گله‌هاي گوشتي بوده و انتخاب ژنتيكي نيز در درجه اول بر همين اساس صورت مي‌گيرد كه نتيجه آن با بروز بلوغ جنسي زودرس ولي با عدم رشد كافي غدد جنسي در گله‌هاي مادر توأم شده است. بعبارت ديگر، بروز بلوغ جنسي در گله‌هاي توليدي گوشتي امروزي به معناي رشد كامل غدد جنسي نيز نمي‌باشد. براي حل اين مشكل، علاوه بر برنامه روشنايي مناسب، حرارت و تهويه سالن نيز كه نقش اساسي دارند طوري بايد تنظيم شوند تا گله همزمان با رسيدن به بلوغ جنسي، غدد جنسي آن نيز رشد كامل كرده باشد (محمودزاده، 1380). عوامل گوناگونی مانند نژاد (سولر و همکاران، 1965)، وزن بدن (هاریس و همکاران، 1984)، سن (سرولینی و همکاران، 1997)، فصل، نور و دما (باجپای، 1963)، تغذیه (سکستون و رندن، 1988) و سیستم نگهداری (فرید و همکاران، 1987) بر تولید مثل و باروری خروس تأثیر می گذارند. آگاهی از تغییرات طبیعی فراسنجه های تولید مثلی خروس، برای تشخیص مشکلات باروری در گله و بکارگیری فناوری هایی مانند تلقیح مصنوعی، بهبود باروری، بهنژادی و تولید ضروری است. بیشتر پرندگان تولید مثل فصلی دارند و در عرضهای معتدل و شمالی، تحت تأثیر افزایش طول روز، تولید مثل می‌کنند. اما پرندگان اهلی مانند بوقلمون، غاز و اردک در تمام طول سال توانایی تولید مثلی خود را حفظ می کنند. میزان تولید منی این پرندگان در فصلهای مختلف، متفاوت است و به عواملی مانند موقعیت جغرافیایی و نژاد یا سویه بستگی دارد (فرومان و کیربای، 2000). هزینه و نیاز به دقت بالا برای اجرای یک برنامه کارآمد تلقیح مصنوعی، از کاربرد گسترده آن در ماکیان جلوگیری کرده است. کارایی این روش را می توان با رقیق کردن و نگهداری دراز مدت منی، افزایش داد. حفظ توان لقاح اسپرم پرندگان اهلی تا مدت 48 ساعت، به اکسیژن، مایع رقیق کنندهای که فروکتوز یا گلوکز برای تولید ATP داشته باشد، توان بافری بسنده برای حفظ pH و دمای 5 تا 7 درجه سانتی گراد نیازمند است (اتچز، 1380). استفاده از رقيق کننده هاي مناسب و ميزان رقيق کردن مني مي‌تواند اصلاح گران طيور را در پيشبرد برنامه هاي بهنژادي ياري نمايد. اين امر به ويژه در کشور ما مي تواند مورد توجه واقع شود. استفاده از رقیقکنندههای مناسب باعث کاهش هزينه تلقيح مصنوعي شده (ساردسای، 1992)، علاوه بر آن در يک رقيقکننده مناسب از موادي استفاده ميشود که هم انرژي مورد نياز اسپرم را تأمين کرده و هم باعث محافظت از آن شوند (هاشمی، 1370). در ترکيب رقیقکنندهها، معمولاً از موادي استفاده مي‌شود که در نتيجه آنالیز مني خروس و بوقلمون بدست آمده اند. با استفاده از رقیقکنندههای مناسب مي توان بدون افزايش تعداد اسپرم، از دزهاي بيشتري درتلقيح استفاده نموده و ضمن افزايش تعداد نتاج شجره دار روند برنامه هاي ژنتيکي را تسريع بخشيد (مدرسی و همکاران، 1390). ترکیب های مورد نیاز برای رقیق کننده های منی با توجه به آزمایش های ابتدایی، تفسیر و تعمیم داده ها‌ی موجود در باره‌ی منی پستانداران، ویژگی های بافرها و توان آنها برای حفظ pH سلول هایی که از نظر متابولیکی فعال هستند و ترکیب های منی خروس و بوقلمون نر، به دست آمده است. وجود غلظت زیاد گلوتامات و غظت اندک کلراید در مایع منی پرندگان اهلی، موجب شده است که غلظت های همانندی از آنها را در برخی از رقیقکنندهها، بکار گیرند. افزودن گلوتامات و کلراید در رقیقکنندهها، موجب باروری میشود. به این دلیل که اسپرمهای ماکیان و بوقلمون، میتوانند از گلوکز و فروکتوز به عنوان منبع انرژی استفاده کنند، یکی از این دو ترکیب را به رقیقکنندهها میافزایند. بافرهایی مانند TESو BES و نمکهای فسفات که pH را در دامنهی 8/6 تا5/7، حفظ میکنند، به بیشتر رقیقکنندههای متداول، افزوده میشود (اتچز، 1380). یکی از دشواریهای پرورش صنعتی پرندگان اهلی، ناتوانی در نگهداری طولانی مدت منی است. نگهداری منی پرندگان به شکل مایع یا یخ زده معمولا باعث کاهش برگشت ناپذیر جنبایی و تغییرات مورفولوژیکی اسپرم میشود که کاهش باروری را در پی خواهد داشت (دونوگو و ویشارت، 2000). نگهداری منی به این شکل پیشینهای درازمدت دارد. نخستین گزارش از نگهداری اسپرم خروس به شکل یخ زده در سال 1978 منتشر شد (لیک و استوارت، 1978) و تاکنون پژوهشهای فراوانی برای بهبود بازدهی این فناوری انجام شده است. دستگاه توليد مثل در طيور از چند نظر با ساير دام‌‌هاى اهلى متفاوت است: اول اینکه، عمل اين دستگاه در طيور سريع‌تر از دام‌ها است و مورد دوم اینکه، جنين در خارج از بدن مادر رشد مى‌کند و هيچ‌گونه رابطه‌اى از نظر تغذيهای بين مادر و جنين وجود ندارد، و همچنين در ابتدای شروع زندگي، غذا توسط مادر تهيه نمى‌شود. در حالى‌که در دام‌هاى ديگر جنين مستقيماً توسط مادر تغذيه شده و در ابتدای زندگى نوزاد مستقيماً توسط مادر تغذیه میشود. طيور اهلى و ساير پرندگان غذائى را که براى رشد جنين لازم است در زمان بسيار کمى بعد از اينکه نطفه تشکيل گرديد تهيه مى‌نمايد. جنين در طى رشد مستقيماً از مواد غذائى داخل تخم‌مرغ و جوجه در روزهاى اول زندگى خود از مواد ذخيره‌اى که در بدن او قرار دارد تغذيه مى‌کند. از طرفى وقتى‌که تخم‌مرغ نطفه‌دار توسط مرغ گذارده شد مواد غذائى ذخيره براى جنين ثابت است مگر اينکه بعضى عوامل فيزيکى يا محيطى اين امر را تغییر دهد. بدين ترتيب نقش جيره غذائى در توليد مثل روشن مى‌شود (محمودزاده، 1380). کمبود بعضى از نمکهای معدنی و ويتامين‌ها سبب کاهش کيفيت و کميت اسپرم خروس مى‌شود، در اين مورد کمبود ويتامين A و E بيشتر از بقیه مؤثر است (فرومان و کیربای، 2000). آزمايش‌هاى انجام شده نشان داده است که خروس‌ها محروميت و يا کمبود ويتامين A و E را مى‌توانند به‌مدت طولانى تحمل کنند ولى اين امر ممکن است در نهایت منجر به عقيمى آنها گردد. همچنين کيفيت پروتئين‌ها نيز در فعاليت جنسى خروس‌ها مؤثر است. خروس‌هائى که تنها با پروتئين‌هاى گياهى تغذيه مى‌شوند کمتر جفتگيرى مى‌کنند تا آنهائى که در جيره غذائى خود مقدارى پروتئين حيوانى وجود دارد (اتچز، 1380). طبق مطالعات بعضى ايستگاه‌هاى تحقيقاتى خروس‌هائى که با بعضى مواد سيلو شده تغذيه شده‌‌اند توليد اسپرم در آنها افزايش يافته است. به‌طورکلى جيره غذائى از سه راه در توليدمثل طيور مؤثر واقع مى‌شود: ۱. تأثير در دستگاه توليد اسپرم (بيضه‌ها)؛ در نتيجه کيفيت و کميت اسپرم بهتر مى‌شود و مى‌تواند تعداد بيشترى تخم‌مرغ را نطفه‌دار کند. ۲. تأثير در دستگاه توليد تخم‌مرغ؛ مواد غذائى ممکن است در دستگاه توليد مثل مرغ اثر کند و مرغ را وادار به گذاردن تعداد بيشترى تخم‌مرغ نمايد. ۳. ممکن است مواد غذائى در ترکيبات تخم‌مرغ مانند املاح و ويتامين‌ها اثر کند. واضح است که اين امر در ویژگی جوجه درآورى تخم‌مرغ مؤثر خواهد بود (سکستون و رندن، 1988). پژوهشهای اخیر نشان میدهد که ترکیبات لیپیدی و اسیدهای چرب اسپرم ممکن است نقش مهمی در باروری داشته باشند. بخش بیشتر فسفولیپیدهای اسپرم ماکیان، از اسیدهای چرب سیرنشده، تشکیل شده است (سورای و همکاران، 1998؛ سرولینی و همکاران، 1997). در پرندگان، وجود مقدار فراوان اسیدهای چرب سیرنشده مانند آراکیدونیک اسید و دوکوزا تترا انوییک اسید شرایط مناسبی را برای پیوند ویتامین E به غشا و در نتیجه حفاظت آن در برابر پراکسیداسیون ایجاد میکند، به گونهای که خوراندن ویتامین E به پرنده منجر به افزایش غلظت این ویتامین در غشای اسپرم و پلاسمای منی و نیز کاهش نرخ پراکسیداسیون میشود (سورای و همکاران، 2000). روش دیگر برای کاهش نرخ پراکسیداسیون لیپیدهای غشای اسپرم افزودن این ویتامین به منی است (سرولینی و همکاران، 2006). عوامل موثر مربوط به باروری خروس در پرورش گله مادر نور: غده هیپوفیز بر اثر نور و روشنایی تحریک شده، هورمون لازم (تستوسترون) را ترشح و قدرت تولید اسپرم را در خروس افزایش داده و در نهایت باعث افزایش قدرت باروری در خروس میگردد. طبق آزمایشهای انجام شده برای تغذیه بهتر و تولید بیشتر در گلههای مادر در شبانه روز احتیاج به 15 تا 16 ساعت روشنایی میباشد. (اتچز، 1380). وراثت: نطفهداری فاکتوری ارثی نیز میباشد زیرا بعضی از نژادها تخممرغهای بارور بیشتری تولید میکنند و یا در بعضی مرغ و خروسها، جنینهای تولید شده توانایی بیشتری در زنده ماندن از خود نشان میدهند. محققین دریافتند که خاصیت نطفهداری در نژادهای مشخصی، کمتر از نژادهای دیگر است و آزمایشها نشان داده است که با عمل تلقیح مصنوعی میتوان این عیب را در نژاد مزبور، برطرف ساخت. دما: گرما و سرمای شدید در تمایلات جنسی خروس تأثیر منفی گذاشته و به همین دلیل باید در مناطق گرمسیر و سردسیر، حرارت مناسب را برای خروس ایجاد نمود، تا از اثرات نامطلوب بر روی نطفه داری تخممرغ جلوگیری شود. حرارت مناسب برای پرورش گلههای مادر بین 24-18 درجه میباشد معمولاً در مناطق بسیار سرد و گرم باید تعداد خروسها را افزایش داد تا این مشکل رفع گردد. در مناطق سردسیر چنانچه تاج خروس یخ بزند، باعث کاهش فعالیت جنسی میشود. البته این امر در نژادهایی که تاج بزرگ دارند بیشتر مشاهده میشود. سلامتی: اگر از تعداد بیماریهایی که از طریق تخم مرغ منتقل میشود، آگاهی یابیم آن گاه اهمیت استفاده از گلههای مادر سالم و عاری از هر گونه بیماری و آلودگی روشن خواهد شد. خروسهای مورد استفاده در گلهی مادر باید از سلامتی کامل و وضعیت جسمانی مطلوب برخوردار بوده و از تغذیه مناسب بهرهمند باشند. تغذیه: کمبود ویتامین و مواد معدنی یا پروتئینی در نطفهداری تخم مرغ بسیار موثر است. وجود مقادیر کافی ویتامین A باعث افزایش جوجهدهی و کمبود ویتامین E  وD سبب تلفات جنین در طول رشد میشود. پروتئین لازم در تغذیهی گلههای مادر، حداکثر 14 تا 15 درصد میباشد. سن: جهت جلوگیری از کاهش درصد نطفه داری در گله باید از خروسهای مطلوب استفاده نمود. چنانچه خروسها در گله بسیار جوان یا پیر باشند درصد جوجهدهی کاهش پیدا میکند. خروسها بسته به نژاد و عوامل محیطی بین 5 تا 7 ماهگی قدرت تولید اسپرم را پیدا میکند که معمولاً در سال اول از قدرت باروری بالایی برخوردار هستند که به مرور زمان از آن کاسته میشود. (اتچز، 1380). ویژگی هاي تولید مثلی پرندگان طیور پرورشی (مرغ، بوقلمون، مرغ گینه اي، اردك پکین و مسکوي، غاز و بلدرچین) گونه هایی تخم گذار هستند. پرندگان با سایر گونه هاي تخم گذار، همانند ماهی ها، تفاوت دارند چرا که لقاح داخلی در آنها انجام می شود. علاوه بر این، آنها خونگرم بوده و بیضه ها در داخل محوطه شکمی قرار دارند. بنابراین، فرآیند باروري و لقاح نزدیک به دماي بدن رخ می دهد که حدود 41 تا 43 درجه سانتی گراد است. این دما بالاتر از مقادیري است که براي بسیاري از موجودات خونگرم پیشنهاد شده است. فرآیند اسپرماتوژنسیز فرایندي سریع است (2 روز در خروس) که با یک زمان کوتاه بلوغ گامت در لولۀ دفران (1 تا 3 روز در خروس) قبل از انزال تکمیل شده و آمادة ورود به دستگاه تناسلی ماده به صورت جفتگیري طبیعی یا تلقیح مصنوعی می باشد. مرفولوژي اسپرم انزال شده پرندگان به این صورت است که در قسمت سر سیلندري نازك با قطر حداکثر mμ 5/1 داشته و بخش میانی حدود mμ 5/1 طول دارد که شامل یک تاژك بسیار بلند است (mμ 90). اسپرم پرندگان تمام بخشهاي تعریف شده گامت نر را در خود دارد که شامل آکروزوم، هسته و قطعه میانی با 20- 30 میتوکندری است. مایع انزال شده حاوي مقادیر متنابهی اسپرم است (910×10-2) و حجم کمی دارد (50 تا 500 mμ) که در نهایت حدود 910×2 اسپرم به ازاي هر انزال در خروس و بوقلمون بدست می آید. یک خصوصیت بیولوژیکی اسپرم پرندگان پرورشی، ماندگاري طولانی مدت آنها در غدد رحم- واژن جنس ماده است (حدود 3 هفته در مرغ، 2 ماه در بوقلمون). اسپرم ها روزانه از محل ترشح شده تا به قسمت بالایی اویداکت که محل لقاح است، حرکت می کنند. پیش از لقاح واکنش آکروزومی اسپرم انجام شده و گامت هاي نر زیادي به داخل تخمک نفوذ می کنند (پلی اسپرمیا). هر چند، تنها یک پرونوکلوئی نر با پرونوکلئوس ماده براي تشکیل نطفه آمیخته می شود. این سیستم تولید مثلی بسیار کارآمد است چرا که با یک انزال می توان حدود 20 تخم را در مرغ بارور نمود. اسیدهاي چرب و باروري طیور اهمیت مصرف گوشت مرغ در بسیاري از جوامع ثابت شده و عمده ترین منبع تامین گوشت سفید می باشد. لذا تمرکز بسیاري از محققین بر بهبود شرایط تولید مثلی و افزایش عملکرد این پرنده صنعتی می باشد. در حقیقت، توجه به لیپید اسپرم از آنجا ناشی می شود که اسیدهاي چرب منبع انرژي براي متابولیسم اسپرماتوزوآ هستند. در حال حاضر، به خوبی مشخص شده است که لیپیدها نه تنها به عنوان منبع انرژي مطرح هستند (اسکات، 1973) بلکه در تمام اتفاقات و رخدادهاي اصلی که منجر به باروري می شود، دخالت دارند. در زمینه اسپرم پستانداران مطالعات بسیاري انجام شده و نقش بیوشیمیایی و عملگر بودن لیپیدها در باروري تأئید شده است. ترکیب لیپیدها در ظرفیت پذیري و واکنش آکروزومی؛ خصوصیات بخش fusigenic و غشاي پلاسمایی اسپرم (بیرر و فرند، 1982) نقش دارند. همچنین عمده ترین اسید چرب سیر نشده فسفولیپید اسپرم (C22:6 n-3; DHA) نیز به صورت مستقیم در تحرك اسپرم انسان و غلظت و تحرك اسپرم خوك نقش دارد. پیشنهاد شده است که اسیدهاي چرب سیر نشده اسپرم انسان به عنوان شاخص هایی براي تشخیص ناهنجاري هاي ناباروري مناسب هستند (سرولینی و همکاران، 2002). لیپیدهاي غشایی اسپرم پرندگان همانند سایر گونه ها حاوي مقدار زیادي اسیدهاي چرب بلند زنجیر با چند پیوند دوگانه (PUFA) است. خصوصیت منحصر به فرد اسپرم پرندگان، وجود مقادیرکم امگا-3 و در مقابل مقادیر قابل توجه امگا 6 است (نسبت امگا-3 به امگا-6، 04/0 تا 2/0 بسته به گونه). لیپیدهاي موجود در اسپرم و مایع منی هر یک نقشهاي متفاوتی را در باروري ایفا می کنند. میزان کل چربی مایع منی خروس بین 43/0 تا 9/0 میلی گرم در 109 اسپرم و 14/0 تا 49/1 میلی گرم در هر میلی لیتر پلاسمای منی می باشد. در حال حاضر، فسفولیپیدها بهترین گروه چربی هاي موجود در اسپرم و مایع منی بوده و حدود 60 تا 70 درصد کل لیپیدهاي اسپرم خروس و بوقلمون و درصد پلاسماي منی خروس را شامل می شود. فسفاتیدیل کولین و فسفاتیدیل اتانول امین به طور طبیعی مهمترین فسفولیپیدهاي شناخته شده بوده و دامنه اي از سایر گروه ها مثل فسفاتیدیل سرین و اسفنگومیلین ها هم تشخیص داده شده اند. همانطور که اشاره شد، مشخصه اسپرم گونه هاي مختلف پرندگان غلظت بالاي اسیدهاي چرب امگا-6 است، که عمدتاً شامل آراشیدونیک اسید و دکوزاتتراانوئیک اسید هستند. همچنین، سهم برخی گروه هاي فسفولیپیدي در باروري بیشتر است. (محمودزاده، 1380). اسید دکوزاتترانوئیک (c22:4 n-6, DTA) به عنوان بهترین اسید چرب فعال فسفولیپید اسپرم بوده و همبستگی مثبتی با نسبت اسپرم هاي متحرك، حرکت پیش رونده اسپرم و باروري دارد. همچنین، اسید آراشیدونیک نیز سهم زیادي در باروري اسپرم دارد. از نظر تفاوت گونه اي نیز می توان به حضور چشمگیر اسیدهاي چرب امگا-9 در اسپرم بوقلمون اشاره نمود. مطالعاتی جهت بررسی این حقیقت انجام شده که سهم کم اسیدهاي چرب امگا-3 و غلظت بالاي گروه امگا در اسپرم پرندگان که در اغلب موارد با غلظت بالاي امگا-9 نیز همراه است، از کمبود اسیدهاي چرب در جیره پرندگان است منشا می گیرد و یا اینکه از ویژگی هاي اختصاصی هر یک از گونه هاست. هر چند در مطالعات انجام شده با پرندگان، افزایش میزان اسیدهاي چرب امگا-3 جیره، کیفیت اسپرم را بهبود داده، اما به نظر میرسد در گونه هایی مانند پنگوئن با وجود مصرف مقادیر زیاد ماهی در جیره غذایی باز هم اسیدهاي چرب امگا-6 غالب بودند. راندمان تولید مثل موجودات نر در گونه هاي مختلف بستگی به عوامل داخلی (ژنتیکی و فیزیولوژیکی) و فاکتورهای محیطی (ارتباط با سایر حیوانات، فتوپریود یا طول دورة روشنایی، دماي هوا و رژیم غذایی) دارد. رژیم غذایی بسیار مهم است چرا که کمبود بسیاري از مواد مغذي بر تولید مثل مؤثر هستند. اسیدهاي چرب امگا-6 و امگا-3 توسط مهره داران، سنتز نمی شوند و بایستی از طریق جیره به شکل پیش سازهاي اسید لینولنیک (C18:3n-3) و اسید لینولنیک (C18:2 n-6) و یا از مشتقات بلند زنجیر آنها که در بافت هاي حیوانی یافت می شوند (20- 22 کربن، 4 باند دوگانه)، تامین شوند (کوک، 1996). این اسیدهاي چرب بلند زنجیر ترکیبات ضروري در غشاء تمام سلول ها بوده و سازنده بسیاري از مولکول هاي فعال مثل ایکوزانوئیدها هستند (ساردسای، 1992). اسیدهای چرب به شکل ویژه اي، در فسفولیپیدهاي غشاي اسپرم یافت شده و این اعتقاد وجود دارد که به طور فعال در سیالیت غشاء، تنظیم حرکات سلولی، متابولیسم چربی و پتانسیل انتشار دخیل هستند (استوبز و اسمیت، 1984). علاوه بر این، اسیدهاي چرب بسیار بلند زنجیر (24- 26 کربنه) در سلولهای جنسی (زاینده) پستانداران یافت می شوند (گروگان و هاث، 1983). در بسیاري از پستانداران، غلظت بالایی از اسیدهاي چرب بلند زنجیر امگا-3، خصوصا C22:6 n-3 در اسپرم، مغز و شبکیه چشم به طور اختصاصی دیده می شود (پولوس و همکاران، 1983). این موضوع در مغز و شبکیه چشم طیور پرورشی و صنعتی نیز مصداق دارد ( اندرسون و همکاران، 1983)؛ اما در مورد اسپرم، وضعیت آنها به شکل متفاوتی بوده و غلظت اسیدهاي چرب امگا-6 در آن بالاست. اسیدهاي چرب اسپرم در پرندگان پرورشی در مقایسه با سایر گونه ها ترکیب لیپیدي اسپرم پرندگان پرورشی کمتر مورد بررسی قرار گرفته است (13-15 و 19-21). فسفولیپیدها (70- 80 درصد کل لیپیدها) و کلسترول (حدود 20 درصد) سازنده لیپیدهاي غشاء اسپرم در پرندگان پرورشی هستند. اکثر آنها در غشاء پلاسمایی یافت می شوند، اما غشاء میتوکندري و هسته نیز ارتباط زیادي با لیپیدهاي اسپرم دارند. فقدان و یا کمبود تري اسیل گلیسرول یا تري گلیسیرید در راستاي عدم وجود ذخایر (داخل سیتوپلاسمی) در گامت هاست. همانند بسیاري از مهره داران، عمده ترین فسفولیپید در اسپرم پرندگان؛ فسفاتیدیل کولین و فسفاتیدیل اتانول امین است. اکثر اسیدهاي چرب اسپرم (جدول 1-2) سیر نشده است (65-70 درصد کل اسیدهای چرب). این درجه بالاي سیرنشدگی قابل مقایسه با اطلاعات منتشر شده براي ماهی قزلآلاي رنگینکمان است و بسیار بیشتر از سطوح گزارش شده در تیلاپیا (نوعی ماهی) و بسیاري از گونه هاي پستانداران از جمله انسان می باشد (پولوس و همکاران، 1973). جدول 1-2: ترکیب اسیدهای چرب اسپرم پرندگان پرورشی اسیدهای چرب (%)خروسبوقلمونمرغگینهایاردکغازC14:05/0>5/0>6/06/09/0C14:15/0>5/0>5/0>8/0>5/0>C16:05/94/125/125/2117C17:15/0>5/09/05/0>1/1C18:01/197/178/155/114/15C18:1n-94/117/71/99/57/13C18:1n-71/25/21/21/21/2C18:2n-66/26/48/38/37/5C20:03/12/18/31/17/1C20:1n-96/32/92/17/01/1C20:2n-65/143/36/19/3C20:3n-66/19/05/0>15/0>C20:3n-95/0>7/215/0>9/0C20:4n-67/114/98/159/183/13C22:1n-95/02/17/05/0>5/0>C22:3n-98/32/93/46/04/1C22:4n-69/276/124/199/195/17C22:5n-35/0>7/05/0>6/05/0>C226n-31/27/27/188/2اسید هاي چرب سیرشده9/293/316/352/3535اسیدها چرب سیر نشده1/707/686/648/6465اسیدهاي جرب بلند زنجیر با یک پیوند دوگانه1/176/20145/99/16اسیدهاي چرب بلند زنجیر با چند باند دوگانه531/4850551/48امگا-98/310613/2امگا-67/436/303/424/454/40امگا-36/24/37/16/82/3امگا3: امگا605/01/004/02/009/0 بخش عمده اسیدهاي چرب سیر نشده پرندگان پرورشی PUFA هستند که در بین آنها اسیدهاي چرب امگا-6 مثل 20:4 n-6 و c22:4 n-6 غالب هستند. این موضوع مؤید یک سیستم فعال و کارا از آنزیم هاي دسچوراز و الانگاز است که با استفاده از اسید لینولئیک (C18:2)، به عنوان پیش سازهاي امگا-6 فراهم شده توسط جیره، فعالیت می کند. اما اسیدهاي چربی مثل C22:5 n-6 که بسیار سیرنشده هستند در اسپرم پرندگان تشخیص داده نشدهاند، در حالیکه این اسید چرب در گونه هاي پستانداران و ماهی وجود داشته و به عنوان عمده ترین اسید چرب 2 کربنه در سلولهاي جنسی نر جوندگان نیز شناخته شده است (رترسول و همکاران، 2000). بنابراین، به نظر می رسد محدودیت فعالیت آنزیم هاي دسچوراز و الانگاز در پرندگان وجود دارد و یا رقابتی بین اسیدهاي چرب امگا-3 و امگا-9 برای این آنزیم ها اتفاق می افتد. جدول 2-2- مقایسه گروه هاي مختلف اسید چرب اسپرم ماهی، خروس و نخستیان اسیدهایچرب (%)قزل آلاي رنگین کمانماهی تیلاپیاخروسمیمون رسوسانسانسیرشده9/307/52304/385/59سیر نشده693/471/705/615/40MUFA(3)3/162/111/175/155/16امگا-9 PUFA--8/3--امگا-6 PUFA5/245/327/46194/9امگا-3 PUFA6/276/34/21/256/14نسبت امگا-3: امگا-66/336/005/03/15/1 بر خلاف بسیاري از پستانداران، به استثناي جوندگان، سهم اسیدهاي چرب امگا-3 در اسپرم پرندگان پرورشی بسیار کم با تنوع زیاد است و وابسته به گونه است؛ براي مثال اسپرم اردك هاي ماسکووی در مقایسه با خروس نسبت امگا-3: امگا-6 بالایی دارد (2/0 در مقابل 05/0). این تفاوت ناشی از تفاوت نسبت امگا-3: امگا-6 جیره ای نیست (نسبت n-3: n-6 در جیره اردك 13/0 در مقابل 09/0 در جیره خروس ها). بنابراین می توان این نسبت را به عنوان یکی از مشخصات ویژه هر گونه در نظر گرفت. به هر حال، نسبت بسیار کم امگا-3 به امگا-6 یک ویژگی گامت هاي پرندگان پرورشی در مقایسه با سایر گونه هاي مهره داران است. از نقطه نظر کلی، ماهی و پستانداران گوشتخوار و همچنین بسیاري از دیگر پستانداران، اسپرمی تولید می کنند که در مقایسه با امگا 6، غنی از امگا-3 می باشد (لین و همکاران، 1993)، که احتمالاً در ارتباط با احتیاجات متابولیکی و همچنین فیزیولوژي بدن آنهاست. در مقابل، اسیدهاي چرب اسپرم ماهی هاي گیاهخوار (براي مثال تیلاپیا) و جوندگان، غنی از امگا-6 است. در حقیقت، نسبت امگا-3 به امگا-6 در اسپرم پرندگان پرورشی حتی پائین تر از این مقادیر است. این دیدگاه کلی وجود دارد که اسیدهاي چرب امگا-9 در زمانی افزایش می یابند که کمبود اسیدهاي چرب ضروري مثل امگا-3 وجود داشته باشد. این موضوع مطابق با گزارشات موجود در خصوص اسپرم اردك ماسکووی است؛ چرا که اسپرم این پرنده حاوي مقادیر زیادي امگا-3 بوده (6/8%) و تنها مقادیر کمی اسیدهاي چرب امگا-9 در آن وجود دارد (یک درصد). اما زمانی که پرندگان با سایر گونه ها مقایسه می شوند، رابطه بین کمبود امگا-3 و افزایش درصد اسیدهاي چرب امگا-9 در اسپرم دچار ابهام می شود؛ براي مثال، نه تنها درصد کمی اسیدهاي چرب امگا-3 در اسپرم تیلاپیا یافت می شود بلکه اسیدهاي چرب امگا-9 نیز در این گونه قابل تفکیک و تشخیص نیستند. (رترسول و همکاران، 2000). این موضوع که ویژگی اسیدهاي چرب اسپرم پرندگان پرورشی؛ یعنی کمبود نسبت امگا-3 به امگا-6 و سهم زیاد اسیدهاي چرب بلند زنجیر امگا-9، خصوصاً C22:3 n-9؛ ناشی از کمبودهاي تغذیهاي است و یا واقعاً خصوصیت و ویژگی گونه محسوب میشود، هنوز سؤال برانگیز است. اثرات تغییر اسیدهاي چرب جیره بر اسپرم خروس جیره بر ترکیب اسیدهاي چرب غشاء اسپرم خروس مؤثر است. محققین گزارش نموده اند که اسیدهاي چرب جیره بر ترکیب اسیدهاي چرب بافتها در تمامی گونه ها تأثیر می گذارد. اما، اثرات تغییرات جیره اي معمولاً در طی تکثیر سلولی، رشد و تمایز تأثیربیشتري دارند که این تأثیر وابسته به سن است. براي مثال، رشد و تمایز مغز در جوجه خیلی زود رخ می دهد و حساسیت مغز بسیار بالاست. در یک مطالعه روي جوجه هایی که تازه ازتخم خارج شده بودند و جیره غذایی مادر با امگا-3 مکمل شده بودند این موضوع نشان داده شد (اندرسون و همکاران، 1989). در مقابل، اسپرماتوژنسیز در موجودات نر بالغ اتفاق می افتد و یک فرایند دائمی پس از ورود به دورة باروري بوده و بنابراین نیازمند تداوم رفع احتیاجات خاص تغذیه اي در این دوران می باشد. اقلام عمده جیره پرندگان پرورشی شامل ذرت و کنجاله سویا و در مواردي گندم است و از منابع چربی به طور محدود استفاده می شود. محتوي چربی چنین جیره هایی کم است (6-7 درصد) و همچنین PUFA در آنها ناچیز است. مشخصه الگوي اسیدهاي چرب این نوع جیره هاي غذایی، میزان بالاي اسیدهاي چرب امگا-9 و امگا-6 در بین PUFA و در نتیجه نسبت پائین امگا-3 به امگا-6 است. (رترسول و همکاران، 2000). اثرات PUFA جیره بر عملکرد بیولوژیکی اسپرم پرندگان عمده اسیدهاي چرب غشاء اسپرم فسفولیپیدها بوده و دیر زمانی است که محققین بر اثرات عمده آنها در عملکرد بیولوژیکی گامت صحه گذاشته اند (31). اسپرم سلولی تاژك دار است و حرکت براي آن به منظور رسیدن به محل لقاح، ضروري است. سیالیت غشاء عملکرد فعالی است که باعث تحریک اسپرم، تخمک و تشکیل نطفه می گردد. به دلیل ظرفیت بالاي لیپیدها، اسیدهاي چرب و خصوصا PUFA، غشاء فسفولیپیدي اثرات چشمگیر و قابل توجهی در تحمل فشار اسمزي و شوك سرمایی در طی ذخیره سازي اسپرم و فریز کردن آن دارند. بنابراین، ترکیب اسیدهاي چرب اسپرم و بهبود آن بوسیله جیره اثر قطعی بر بیولوژي مایع منی خواهد داشت. در گونه هایی که به صورت طبیعی نسبت امگا-3 به امگا-6 بالاست، در اغلب موارد دستکاري اسیدهاي چرب جیره و خصوصاً مکمل نمودن اسیدهاي چرب امگا-3، اثرات عمده اي در عملکرد اسپرم تازه نداشته است. براي مثال، تغییرات در نسبت امگا-3 به امگا-6 جیره باعث بهبود این نسبت در اسپرم ماهی قزل آلا رنگین کمان شده بود، اما تأثیري بر سیالیت غشاء اسپرم ها و یا نرخ باروري بدست آمده از مایع منی تازه نداشتند (لابه و همکاران، 1995). در مقابل، افزایش در نسبت امگا-3 به امگا-6 با افزودن منابع امگا-3، در جیره هاي حاوي ویتامین E و سلنیوم اثرات مثبتی بر کیفیت منی خوك داشت (پنی و همکاران، 2000)، هرچند در این مطالعه نمی توان اثرات احتمالی مکمل نمودن آنتی اکسیدان ها را از اثرات اسیدهاي چرب تفکیک نمود. در پرندگان پرورشی و صنعتی که نسبت امگا-3 به امگا-6 بسیار پائین است و عملا امگا-6 غالب است، وضعیت متفاوتی ایجاد می شود. مکمل نمودن جیرة غذایی خروس ها با اسیدهاي چرب امگا-3 باعث افزایش باروري حاصل از مایع منی تازه در خروسهاي 35- 47 هفته اي شده بود (کلسو و همکاران، 1997). این شرایط در پرندگان در اواخر دورة باروري که نیاز به آنتی اکسیدان ها بیشتر می شود، پیچیده تر خواهد شد (کلسو و همکاران، 1996). نتایج اولیه در خروس هاي مسن نشان داد که با مصرف جیره هاي حاوي مکمل هاي امگا-3، وضعیت باروري بهبود پیدا کرده بود. این نتایج نشان می دهند که جهت باروري با مایع منی تازه بایستی جیره هاي استاندارد خروسها را با اسیدهاي چرب امگا-3 غنی سازي و مکمل نمود. این در حالی است که اگر هدف استفاده از مایع منی یخ گشایی شده باشد، مکمل نمودن جیره ها با امگا-3 اثرات منفی چشمگیري خواهد داشت. ترکیب لیپیدي اسپرم خروس کل چربی مایع منی خروس در دامنه 43/0 تا 9/0 میلی گرم در 109 اسپرم (کلسو و همکاران، 1996) و از 15/0 تا 5/1 میلی گرم در هر میلی لیتر مایع منی گزارش شده است فسفولیپیدهاي اسپرم مهمترین گروه چربی ها بوده و حدود 60 تا 70 درصد کل چربی در خروس را شامل می شوند. کلسترول آزاد دومین گروه از چربی هاي عمده در اسپرم خروس هاي نژاد گوشتی و بوقلمون است و حدود 20- 22% کل اسیدهاي چرب اسپرم را تشکیل می دهد. در مقابل، در نژادهاي تخم گذار اسیدهاي چرب آزاد سهم بیشتري را در مقایسه با کلسترول آزاد به خود اختصاص می دهند (14 درصد در مقابل 10 درصد). سایر گروه هاي لیپیدي (اسیدهاي چرب آزاد، تري اسیل گلیسرول یا تري گلیسیرید) در تمام نژادهاي پرندگان تشخیص داده شده است (سرولینی و همکاران، 1997). فسفولیپیدها از 2 بخش مساوي که شامل فسفاتیدیل سرین (PS) و اسفنگومیلین است، تشکیل شده است (سرولینی و همکاران، 1997). که نقش مهمی از نظر متابولیسمی و عملکردي در اسپرم ها دارند. سهم فسفاتیدیل سرین به طور ویژه بیشتر است و دومین فسفولیپید عمده در اسپرم ها بعد از فسفاتیدیل کولین است. این مسئله بیشتر در خروسهاي گوشتی سویه راس (Ross) در مقایسه با سایر سویه‌ها دیده شده است. مشخصه بارز اسپرم پرندگان حضور غالب اسیدهاي چرب امگا-6 است که عمده ترین آنها اسید آراشیدونیک (C20:4n-6) و دکوزاتترانوئیک اسید (C22:4n-6) می باشد (دارین‌بنت و همکاران، 1974). نسبت اسیدهاي چرب سیر نشده به سیرشده در اسپرم خروس و بوقلمون به ترتیب 9/0 و 1/1 است (53). به منظور مقایسه بیشتر، الگوي اسیدهاي چرب اسپرم نشان داده شده و مشخص است که نسبت اسیدهاي چرب بلند زنجیر در بین گونه هاي مختلف پرندگان و حتی در بین نژادهاي مختلف یک گونه، با هم تفاوت دارند. اسپرم نژادهاي تخمگذار بالاترین سطح C22:4n-6 را نشان می دهد (31 درصد) و اسپرم بوقلمون حاوي پائین ترین سطح است (13%) و این در حالیست که اسپرم مرغ گینه اي، اردك و غاز از این نظر در حد متوسطی قرار دارند (18-20 درصد) نسبت C20:4n-6 بر اساس گونه نیز متفاوت است، براي مثال در بوقلمون و اردك به ترتیب 10 و 19 درصد اسیدهاي چرب را تشکیل می دهد. در مقابل، اسپرم پستانداران حاوي سطوح بالاتري از اسیدهاي چرب امگا - 3 می باشد و به طور خاصی میزان دکوزاهگزانوئیک اسید (DHA) (C22:6n-3) در آن بالاست و بنابراین در مجموع در مقایسه با پرندگان، سیر نشده تر است (پولوس و همکاران، 1973). نود درصد (بر اساس وزن) چربی هاي استخراج شده از کل اسپرم از دیوارة سلولی پلاسما، آکروزوم، هسته و غشاء میتوکندري است و در انواع غشاهاي موجود در این بخش متفاوت است (55). غشاء پلاسمایی حاوي کمتر از 35 درصد کل چربی سلولی است (56)، بنابراین ترکیب چربی این بخش بسیار متفاوت از کل اسپرماتوزوئید خواهد بود. در غشاء پلاسمائی اسپرم خروس نسبت بالاتري از کلسترول آزاد: فسفولیپید (47/0 در مقابل 37/0) در مقایسه با کل اسپرماتوزوئید مشاهده می شود. ترکیب اسیدهاي چرب فسفولیپید غشاء پلاسمائی اسپرم خروس سیرشده تر از ترکیب فسفولیپیدي اسپرم ها است و نسبت کل اسیدهاي چرب سیر نشده با چند باند دوگانه از 44 درصد به 33 درصد کل اسیدهاي چرب کاهش یافته و به طور ویژه اسیدهاي چرب C22:4n-6 و C20:4n-6 به صورت کاملاً معنی داري کاهش یافته اند. در اسپرم خروس، نسبتی از اسیدهاي چرب بلند زنجیر باند شده با فسفولیپیدها در گروه هاي فسفاتیدیل اتانول امین (PE) و فسفاتیدیل کولین (PC) گزارش شده است و در اینجا هم تفاوت هایی بین سویه های مختلف خروس وجود دارد. PE عمده ترین فسفولیپید سیر نشده در این بخش است و تفاوت زیادي بین سویه‌های مختلف از این نظر دیده می شود. براي مثال، C20:4n-6 و C22:4n-6 به عنوان 55% بخش باند شده با فسفاتیدیل اتانول امین در بسیاري از سویه‌های اصلاح شده مثل ISA و ROSS دیده می شود. اما سطح این اسیدهاي چرب در نژادهایی مثل ردایلند که انتخاب و اصلاح نژاد کمتري روي آنها صورت گرفته، تنها 30 درصد PUFA اسپرم را تشکیل می دهند. این تفاوت در محتواي اسیدهاي چرب سیر نشده بلند زنجیر با چند باند دوگانه بوسیله تفاوت در سطوح اسیدهاي چرب با یک باند دوگانه، یعنی اسید اولئیک (C18:1n-9) جبران شده است بخش عمده اسیدهاي چرب در فسفاتیدیل کولین اسپرم خروس شامل اسیدهاي چرب سیرشده 16:0 و 18:0 می باشد و از نظر اسیدهاي چرب سیر نشده، بیشترین اسید چرب، اسید اولئیک (C18:1n-9) است (سرولینی و همکاران، 1997). در پلاسمای منی خروس، فسفولیپیدها به عنوان عمده ترین گروه از کل لیپیدها شناخته شده اند (46- 47%)، در حالیکه سطح آنها بسیار کمتر از مقادیر تشخیص داده شده در اسپرماتوزوا می باشد. نسبت سایر گروه هاي چربی بر اساس نژاد تغییر می کند و در نژادهاي گوشتی و تخم گذار به ترتیب کلسترول آزاد (32%) و اسیدهاي چرب آزاد (34%) دومین گروه عمده اسیدهاي چرب هستند. اسید استئاریک (C18:0)، عمده ترین اسید چرب (23- 36 درصد کل اسیدهای چرب) در کل فسفولیپیدهاي پلاسمای منی در خروس است و این در حالیست که اسیدهاي بلند زنجیر امگا-6 مثل C22:4 و C22:4 (به ترتیب 15-8% و 11-14% کل اسیدهای چرب) نیز در آن یافت می شود(سرولینی و همکاران، 1997). ترکیب چربی، خصوصیات مایع منی و باروري در خروس درك رابطه بین سطوح فسفولیپیدها و اسیدهاي چرب سیر نشده موجود در اسپرم خروس با عملکرد و باروري آن مستلزم مطالعات عمیق و پیچیده است. توسعه اسپرماتوژنز مسلماً همراه با افزایش (DTA) C22:4 n-6 در داخل بیضه هاست که در سن 15 هفتگی به اوج خود می رسد. نرخ باروري به صورت منفی تحت تأثیر تغییر فسفولیپید موجود در غشاء پلاسمایی اسپرماتوزوئید تغییر می کند (فرومان و تورستون، 1984). پیشنهاد شده است که اسید چرب ویژه بلند زنجیر سیر نشده اسپرم خروس، یعنی (DTA) C22:4n-6، از نظر کمیت و عملکرد مهمترین و تأثیر گذارترین اسید چرب است. سهم این اسید چرب به صورت مستقیم رابطۀ مثبتی با نسبت اسپرم متحرك و حرکت خطی آن در گامتهاي نر دارد. به عبارت بهتر، نتایج این تحقیق بر نقش ویژه DTA در سیالیت غشاء اسپرم خروس تأکید دارد (سرولینی و همکاران، 2002). ترکیب فسفاتیدیل اتانول امین اسپرم خروس هاي گوشتی تفاوت هاي چشمگیري را بر اساس عملکرد تولید مثلی نرها نشان می دهد. نسبت C20:4n-6 و C22:4n-6 باند شده به فسفاتیدیل اتانول آمین در اسپرم نرهاي بارور از 24 هفتگی تا 54 هفتگی افزایش می یابد و متعاقب آن نسبت اسید چرب سیر نشده به سیرشده نیز زیاد می شود (3/98 در مقابل 49/2). در مقابل، یک جریان بر عکس در اسپرم نرهایی که قدرت تولید مثلی پائینی دارند مشاهده می شود و این نسبت تا حد زیادي افت می کند (69/0 در مقابل 89/2) (سرولینی و همکاران، 1996). خصوصیات مایع منی به میزان چشمگیري در نژادهاي مختلف خروس از 25 تا 60 هفتگی تغییر می کند. معیارهاي سنّتی و شناخته شده مثل غلظت و زنده مانی، به طور معنی داري کاهش می یابد؛ علاوه بر این فعالیت آنتی اکسیدانی و میزان آنتی اکسیدان هاي مهم مثل ویتامین E و A و سلنیوم نیز کاهش چشمگیري را نشان می دهند (20، 67). تغییراتی از این دست ارتباط تنگاتنگی با تغییرات وسیع و چشمگیر ترکیب لیپیدهاي مایع منی دارد. بر این اساس کل محتواي چربی اسپرم و پلاسمای منی در پرندگان مسن به بیش از دو برابر می رسد؛ در حالی که نسبت به PE و PS کاهش یافته و بیشترین تغییرات در اسپرم در مقایسه با پلاسمای منی اتفاق می افتد (PE از 30 به 17% و PS از 24 به 6%). تغییرات زیادي نیز در ترکیب اسیدهاي چرب سیر نشده اسپرم در بخش فسفاتیدیل اتانول آمین رخ می دهد و C20:4 n-6 و C22:4 n-6 به ترتیب 52 و 30 درصد کاهش می یابد (کلسو و همکاران، 1996). در طی مدت زمان باروري خروسهاي نژاد گوشتی از 24 تا 72 هفتگی، باروري به صورت چشمگیري تحت تأثیر سن تغییر می کند. بالاترین میزان نرخ باروري در هفته 39 ثبت شده است و پس از آن با سیر نزولی افت می کند. اثرات افزایش سن به طور مشهود طی هفته دوم بعد از تلقیح مصنوعی در مقایسه با هفته اول بروز می کند. بین تغییرات برخی ترکیبات لیپیدي اسپرم و الگوي باروري با افزایش سن هم خوانی دیده می شود و همبستگی مثبت معناداري بین آنها وجود دارد (جدول 7-8) (سرولینی و همکاران، 1997). میزان کل فسفولیپید، همبستگی مثبتی با اسپرم هاي متحرك و نرخ باروري ثبت شده در هفته دوم بعد از تلقیح مصنوعی دارد. نسبت PC و PS با نرخ باروري بدست آمده در هفته اول و دوم پس از تلقیح مصنوعی رابطه دارد. در حقیقت این رابطه براي PC همبستگی منفی و براي PS همبستگی مثبت است. فسفولیپیدهاي حاوي C20:4 n-6 و C22:4 n-6 همبستگی مثبتی با نرخ باروري بدست آمده در دومین هفته بعد از تلقیح مصنوعی دارند. فسفولیپیدهاي حاوي C22:6 n-3 (DHA) و C22:4 n-6 (DTA) همبستگی مثبتی با نسبت اسپرم هاي متحرك دارند (جدول 3-2) (36). DHA به میزان بسیار کمی در اسپرم خروس وجود دارد (جدول 7-7)، اما به رغم این میزان اندك همانند پستانداران می تواند نقش مثبتی در تحرك اسپرم داشته باشد (45-47). جدول 3-2: ضریب همبستگی بین سن، تحرك اسپرم، باروري با گروه هاي چربی، فسفولیپید و اسیدهاي چرب سیر نشده در اسپرم خروسهاي نژاد گوشتی (29) لیپیدسنتحرك اسپرمباروري هفته اول بعد از تلقیح مصنوعیباروري هفته دوم بعد از تلقیح مصنوعیکل لیپیدها***563/0118/0102/0-254/0-گروه هاي چربیفسفولیپید***639/0-***39/0139/0***409/0کلسترول آزاد175/0*279/0-034/0064/0-اسیدهاي چرب آزاد***616/0273/0-078/0-187/0-تري اسیل گلیسرول017/0149/0-161/0-163/0-استر کلسترول***433/0126/0-082/0-**330/0-گروه هاي فسفولیپیديفسفاتیدیلکولین (PC)***478/0174/0-**351/0-*287/0-فسفاتیدیل اتانول آمین PE))*284/0-77/0-167/0036/0فسفاتیدی سرین (PS)***428/0-189/0*316/0***399/0اسفینگومایلین135/0206/0056/0-012/0-کاردیولیپین085/0215/0-040/0-***318/0-اسیدهايچربسیرنشده در فسفولیپیدC20:4 n-6*386/0-243/0058/0-*254/0C22:4 n-6***552/0-*333/0089/0*303/0C22:6 n-6***599/0-*276/0006/0239/0 تولید رادیکال های آزاد در شرایط تنشی و اهمیت آنتی اکسیدان ها تولید رادیکال های آزاد مسئله ای طبیعی است که در جریان تنفس و اكسيد شدن مواد در بدن موجودات زنده که يكي از راه های توليد انرژی از غذاهاست به وجود می آیند و  می توانند باعث بروز اثرات ناخواسته ی فراوانی بر ساختار و عملكرد بافت های بدن آنها شوند. این تركيبات بسيار فعال كه بسيار هم ناپايدارند حاوی مقادير بالايی از انرژی هستند. در حالت عادی، سیستم دفاعی بدن موجودات این عوامل مضر را خنثی و بی ضرر می کند اما عوامل و شرایط تنشی باعث می شوند موجودات نتوانند به طور صحیح و کامل با این رادیکال های آزاد مبارزه کند. در نتیجه ساختمان و کارکرد سلول های بدن آنها توسط رادیکال های آزاد تخریب شده  و منجر به بروز اشکالاتی در قسمت های مختلف می گردد (فلنبرگ و اسپایسکی، 2006). یکی از عوامل مهم درافزایش تولید رادیکالهای آزاد، انواع مختلف استرس است. شرایط تنش زای مختلفی سبب افزایش تولید رادیکالهای آزاد میشود. شرایط تنشزا عموماً به سه دسته طبقه بندی میشوند. دسته مهم آنها استرس های تغذیه ای می‌باشد شامل سطوح بالای اسیدهای چرب سیر نشده با چند باند دوگانه، کمبود ویتامین E، سلینوم، روی یا منگنز، مقدار بالای آهن، مقادیر بالای ویتامین A و حضور سموم و ترکیبات سمی مختلف دسته دوم فاکتورهای استرسزا، شرایط محیطی هستند نظیر افزایش حرارت و رطوبت، کمبود اکسیژن، پرتوها و موارد مشابه. دسته سوم فاکتورهای استرس زای داخلی شامل بیماریهای ویروسی و باکتریایی مختلف همچنین پاسخهای آلرژیک می‌باشد. برای جلوگیری از عمل این اتمها بدن موجودات زنده باید دارای یک سد دفاعی از آنتی اکسیدانها باشد. آنتی اکسیدانها مولکولهایی هستند که جلوی عمل رادیکالهای آزاد را گرفته و مانع از تخریب سلولهای حیاتی بدن می شود (سایس، 1996). آنتی اکسیدان ها موادی هستند که قادرند با اثرات مضر اما طبیعی فرآیند فیزیولوژیک اکسیداسیون در بافت ها مقابله کنند. آنتی اکسیدان ها شامل مواد مغذی (ویتامین ها و املاح معدنی) و آنزیم ها ( پروتئین های موجود در بدن که در واکنش های شیمیایی نقش کمکی دارند) هستند. آنتی اکسیدان ها با خنثی سازی رادیکال های آزاد فرآیند اکسیداسیون را متوقف می کنند. برای انجام این کار خودآنتی اکسیدان ها اکسیده می شوند. به همین دلیل دائما به وجود منابع آنتی اکسیدانی در بدن نیاز است. نحوه عملکرد آنها به دو روش طبقه بندی می شود : - شکستن زنجیره: زمانی که یک رادیکال آزاد الکترونی را جذب کرده یااز دست می دهد، رادیکال دوم تشکیل می شود. سپس این ملکول همین کار را با ملکول سوم انجام می دهد. این روند ادامه می یابد تا زمانی که ترمیناسیون روی دهد که طی آن یا رادیکال بوسیله یک آنتی اکسیدان شکننده زنجیره مانند بتا کاروتن و ویتامین های C و E تثبیت می شود، یا براحتی به یک محصول بی ضرر تبدیل می شود. - راه بازدارنده: آنزیم های آنتی اکسیدان مانند سوپراکسید دسموتاز، کاتالاز و گلوتاسیون پراکسیداز با کاهش میزان تشکیل زنجیره از اکسیداسیون جلوگیری می کند. چنین آنتی اکسیدان هایی با یافتن رادیکال های آغاز گر می توانند یک زنجیره اکسیداسیون را برای همیشه متوقف سازند. همچنین می توانند با تثبیت رادیکال های فلزی مانند مس و آهن از اکسیداسیون جلوگیری کنند. تاثیر هر آنتی اکسیدانی در بدن بستگی به این دارد که درگیر چه رادیکال آزادی می شود، چگونه و کجا تولید می شود، و هدف آسیب کجاست. بنابراین در حالیکه یک آنتی اکسیدان در یک سیستم ویژه می تواند در برابر رادیکال های آزاد اثر حفاظت بخش داشته باشند، ممکن است در سیستم های دیگر هیچ تاثیری نداشته باشند. یا در شرائط خاص یک آنتی اکسیدان حتی ممکن است بعنوان یک پرو- اکسیدان که انواع اکسیژن سمی را ایجاد می کند، عمل نماید. (فلنبرگ و اسپایسکی، 2006). اهمیت آنتی اکسیدان ها در افزایش باروری اسپرم پرندگان، گونه هایی فصلی هستند و با شرایط استاندارد پرورش، راندمان باروري آنها (خروس و بوقلمون) نیز بین 30 تا 40 هفتگی وضعیت مطلوبی دارد و در سن 50 تا 60 هفتگی به طور موقت قدرت باروري را ازدست می دهند (27). یکی از علل کاهش قدرت آنتی اکسیدانی با افزایش تدریجی سن عنوان شده و متعاقب آن افزایش پراکسیداسیون لیپیدها رخ می دهد (کلسو و همکاران، 1996) نسبت اسیدهاي چرب امگا-6 درخروسهاي مسن کاهش می یابد(29). این تغییر تنها به واسطه اکسیداسیون لیپیدها نیست بلکه پیشنهاد شده است که این تغییر به واسطه کاهش توانایی سلولهاي جنسی در سنتز و یا وارد نمودن PUFA به غشاء سلولها نیز می باشد. نتایج بدست آمده در خروس هاي 60 هفته اي که با جیرة مکمل شده با اسیدهاي چرب امگا-3 و یا امگا-6 تغذیه شده بودند، افزایش سطح PUFA را در اسپرم نشان می دهد؛ خصوصاً در زمانی که جیره ها به مقدار زیاد با ویتامین E غنی شده باشند (سورای و همکاران، 2000). رادیکال های آزاد با دارا بودن الکترون های تک، بسیار واکنش پذیرند و آسیب های فراوانی را به مولکول های زیستی مانند پروتئین ها، لیپیدها، اسیدهای نوکلئیک و کربوهیدرات ها وارد می کنند (مارتینز، 1995). خوشبختانه در بدن طیور به منظور مقابله با آسیب ناشی از رادیکال های آزاد سیستمی به نام سیستم دفاع آنتی اکسیدانی وجود دارد که شامل سیستم آنزیمی و غیرآنزیمی است. در برخی موارد در نتیجه بر هم خوردن تعادل میان تولید و حذف رادیکال های آزاد در اثر دخالت عوامل مختلف، تنش اکسیداتیو بوجود می آید. تمامی موجودات زنده هوازي به اکسیژن نیاز داشته و از سویی با وجود ضروري بودن اکسیژن، متابولیتهاي آن همانند رادیکال هیدروکسیل (OH) آنیون سوپراکسید (O2-) و یا هیدروژن پراکسید (H2O2) بر عملکرد و ساختار سلولها تأثیر منفی نهاده و بقاء موجود زنده را در معرض خطر قرار میدهد. مجموعه مشتقات اکسیژن موسوم به انواع اکسیژن فعال بوده که بعنوان یکی از عوامل ایجاد ناباروري در پستانداران شناخته میشوند (دواساگایام و همکاران، 2004). به طور طبیعی در موجودات زنده برای مقابله با رادیکال های آزاد، سیستم های حفاظتی متعددی شامل سوپراکسید دسموتاز، گلوتاتیون پراکسیداز، گلوتاتیون ردوکتاز، تیوردوکسین و گروه های تیول در هر سلولی وجود دارد (سایس، 1996). برای بهبود توانایی سیستم آنتی اکسیدانی در مقابله با فعالیت های اکسیداتیو تحت شرایط تنش، افزودن ترکیبات آنتی اکسیدانی مصنوعی و طبیعی به جیره غذایی مفید می باشد (فلنبرگ و اسپایسکی، 2006). از جمله مولکولهایی که از اکسیژن مشتق شده و در صورت فعالیت بیش از حد، جزء اکسیدانهای مضر محسوب میشود، ROS ها میباشد. گونههایی از این اشکال رادیکالهای آزادند. رادیکالهای آزاد به دلیل داشتن الکترونهای جفت نشده از لحاظ شیمیایی بسیار فعال و واکنشگر هستند. ROSها شامل: آنیون سوپراکسید (O2-)، پراکسیدهیدروژن (H2O2) رادیکال پراکسیل (ROO-) یون هیپوکلریک (CLO-) و رادیکال بسیار فعال هیدروکسیل (OH) هستند (دواساگایام و همکاران، 2004). آنتی اکسیدانها ترکیباتی هستند که قادر به جمعآوري اکسیژن فعال و سپس خنثی سازي آنان در داخل و خارج سلولهاي بدن میباشند. سلولهاي اسپرم طی روند اسپرماتوژنز، مقدار زیادي از سیتوپلاسم خود را به همراه مواد آنتیاکسیدانی موجود در آن از دست داده و بنابراین در مقابل روند تنش اکسیداتیو حساس میشوند. مکانیسمهاي متفاوتی براي مهار تنش اکسیداتیو و کاهش آسیبهاي ناشی از آن وجود دارد که یکی از آنها استفاده از آنتی اکسیدان در محیط است. وجود آنتی اکسیدانها وضعیت ثابتی از سطح ROS را در پلاسماي منی ایجاد میکند. آنتی اکسیدانها بعنوان پاکسازي کننده رادیکالهاي آزاد، اسپرم را در برابر ROS حفاظت میکنند. به همین دلیل در برخی مطالعات به ماده رقیقکننده، آنتیاکسیدان اضافه میشود. مواد زیادي میتوانند نقش آنتیاکسیدانی داشته باشند که از جمله این مواد میتوان به برخی از گیاهان دارویی اشاره کرد (هالیول، 1974). فسفولیپیدهای غشای اسپرم پرندگان سرشار از اسیدهای چرب سیرنشده امگا 6 مانند آراکیدونیک اسید و دوکوزاتترا انوییک اسید است و از این رو به واکنش پراکسیداسیون بسیار حساس می‌باشند (برکو و همکاران، 2003). رادیکال های آزاد سبب تشدید واکنش های پراکسیداسیون می‌شوند که تخریب پروتئین های غشا و کروماتین اسپرم و سرانجام کاهش جنبایی و توان باروری اسپرم را در پی دارد (زانیبونی و سرولینی، 2009). به طور طبیعی، کاهش پراکسیداسیون اسیدهای چرب غشای اسپرم به سه سطح محافظتی وابسته است: آنزیم های آنتی اکسیدانی مانند سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) و گلوتاتیون پراکسیداز (GSH-PX). آنتی اکسیدان های محلول در آب یا چربی مانند ویتامین های C، A، E و اسید اوریک. فسفولیپازها، پروتئازها و ترانسفرازها که مسئول ترمیم غشا هستند (برکو و همکاران، 2003). پژوهش های متعددی برای تعیین تأثیر آنتی اکسیدان های گوناگون بر تولید مثل پستانداران انجام شده است که در میان آنها ویتامین E و سلنیوم نقش اصلی در حفاظت اسپرم در برابر پراکسیداسیون بر عهده دارند (برکیو و همکاران، 2003). در پرندگان، وجود مقدار فراوان اسیدهای چرب سیر نشده مانند آراکیدونیک اسید و دوکوزا تترا انوییک اسید شرایط مناسبی را برای پیوند ویتامین E به غشا و در نتیجه حفاظت آن در برابر پراکسیداسیون ایجاد می کند. به گونه ای که خوراندن ویتامین E به پرنده منجر به افزایش غلظت این ویتامین در غشای اسپرم و پلاسمای منی و نیز کاهش نرخ پراکسیداسیون می شود (سورای و همکاران، 2000). روش دیگر برای کاهش نرخ پراکسیداسیون لیپیدهای غشای اسپرم افزودن این ویتامین به منی است (سرولینی و همکاران، 2006). هر چند پژوهش های تکمیلی نشان دادند که خوراندن ویتامین E به پرنده در مقایسه با افزودن آن به منی تأثیر بیشتری بر کاهش پراکسیداسیون غشای اسپرم داشت. از دیگر یافته های افزودن این ویتامین به منی، افزایش نرخ جنبایی، درصد اسپرم زنده و باروری در پی نگهداری برون تنی اسپرم است (احمدی و ضمیری، 2007). اکسیژن فعال داراي اثري دوگانه بر عمل و ساختار سلولهاي اسپرم است به این ترتیب که از یک طرف جهت انجام برخی روندهاي طبیعی همانند واکنش آکروزومی در این سلولها ضروري بوده و از طرفی در غلظت زیاد در محیط باعث تنش اکسیداتیو میشود که موجب مهار قدرت تحرك و تغییر در شکل ظاهري سلولها شده و بدین ترتیب درصدی از ناباروري را ایجاد خواهند نمود. یکی از علائم مهم تنش اکسیداتیو در سلولها، پراکسیداسیون چربیهاي غشاء است. روند پراکسیداسیون چربی موجب تخریب ساختار غشاء، کاهش قدرت تحرك، مهار فعالیتهاي آنزیمی، و ایجاد شکستگی در DNA سلولهاي اسپرم شده و نهایتا منجر به کاهش توان باروري اسپرم میشود (روزنستراخ و فریدلندر، 2007). از دیگر آنتی اکسیدان های مورد توجه در پژوهش‌های تولید مثلی پرندگان و دام ها، هورمون ملاتونین است (رامادان و همکاران، 2009). گیرنده های این هورمون روی نورون های هیپوتالاموسی کنترل کننده گنادوتروپ ها، روی گنادوتروپ ها در هیپوفیز پیشین و نیز گنادهای نر و ماده وجود دارند (ریتر و همکاران، 2009) که نشان دهنده اهمیت این هورمون در کنترل کنش های دستگاه تولید مثلی آنها است. فزون بر این، ملاتونین با بیان ژن آنزیم های آنتی اکسیدان هایی مانند سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) و گلوتاتیون پراکسیداز (GSH-PX)، کاتالاز و گلوتاتیون ردوکتاز از راه گیرنده های غشایی، سیتوپلاسمی و یا هسته ای موجب تقویت سیستم آنزیمی- آنتی اکسیدانی سلول می شود. این هورمون همچنین می تواند به طور مستقیم با از بین بردن رادیکال های آزاد به ویژه رادیکال های هیدروکسیل و پروکسیل، از پراکسید شدن غشای سلول و مرگ آن جلوگیری کند (رودریگوئز و همکاران، 2004). همچنین اسانس ها و عصاره های گیاهان دارویی به عنوان مواد طبیعی محافظت کننده و داروهای افزاینده سلامتی مطرح هستند. اکثر این ترکیبات با داشتن خاصیت آنتی اکسیدانی از استرس اکسیداتیو جلوگیری می‌کنند (حسینی و همکاران، 1391). برخی از گیاهان دارای ترکیبات باارزشی هستند که میزان قابل توجهی آنتیاکسیدان طبیعی دارند و مشخص شده است که به دنبال مصرف آنها، ظرفیت آنتی اکسیدان پلاسما به طور معنیداری افزایش یافته است (کاهکونن و همکاران، 1999). یکی از این گیاهان رزماری میباشد. گیاه رزماری رومارَن یا اِکلیل کوهی یا رُزماری (Rosmarinus officinalis) گیاهی خشبی، چندساله و معطر است که برگ‌هایی سوزنی‌شکل و همیشه‌سبز دارد. رومارن بومی منطقه مدیترانه و کشور اوروگوئه است. گل‌های آن در رنگ‌های گوناگون سفید، صورتی، بنفش یا آبی می‌رویند. منشأ این گیاه مناطق آهكی نواحی مدیترانه گزارش شده است. ارتفاع این گیاه بستگی به شرایط اقلیمی محل رویش داشته و بین ۱ تا ۲ متر متغیر است. برگها سبز رنگ، متقابل، باریك، بلند و نوك تیز است. سطح رویی برگ صاف و فاقد كرك است در حالی كه پشت برگ سفید رنگ و پوشیده از كرك می باشد. گلها كوچك و آبی رنگ بوده و اواخر بهار از لابلای برگها خارج می شود. گلها به ندرت سفید رنگ است. گلهای این گیاه نوش فراوانی تولید كرده و شدیداً عسل آور است (روم، 1988). از نظر خواص طبی و دارویی رومارن اثر ضدعفونی کننده و معرق داشته و جریان خون را در اندامهای شکمی افزایش می‌دهد و در تحریک میزان ترشح شیره‌های گوارشی و صفرا بسیار مفید است. این گیاه شفا بخش برای معالجه رماتیسم، فلج، سستی اعضاء، تشنج، اختلالات عصبی و تنفسی و همچنین نارسایی کبد و کیسه صفرا مفید و موثر است. رزماری به عنوان یک ماده ی مقوی و محرک استفاده میشده است. یونانیان قدیم جهت تقویت حافظه از آن استفاده میکردهاند. رزماری مدت هاست که به عنوان یک چاشنی غذایی و همچنین آنتی اکسیدان برای محافظت از غذاها به کار میرود. تركیبات موجود در عصاره اكلیل كوهی به سبب تحریك متابولیسم و تسریع گردش خون سبب گشادكنندگی عروق و مویرگها شده و بدین ترتیب باعث تقویت و شادابی پوست و مو می گردد. این عصاره از ریزش مو جلوگیری كرده و لذا در تولید فرآورده هـای بهداشتی و آرایشی بر روی مو و پوست معمولی و چرب كاربرد زیادی دارد. از گیاه رزماری همچنین در درمان فشار خون، نفخ و بی اشتهایی استفاده می‌شود. مصرف موضعی آن نیز دردرمان دردهای عضلانی و بیماریهای رماتیسمی كاربرد دارد. اسانس این گیاه خاصیت ضد باكتریایی و ضد قارچی شدید داشته و بعنوان طعم دهنده در داروهای بد مزه بكار می‌رود. همچنین مواد مؤثره این گیاه خاصیت نگاهدارندگی شدید داشته و در صنایع غذایی و كنسرو سازی كاربرد فراوانی دارد (اینوئه و همکاران، 2005؛ تادئی و همکاران، 1998). برگها و گلهای رزماری حاوی مواد مؤثره هستند. مواد مؤثره ی این گیاه را اسانس، تانن و مواد تلخ تشکیل میدهد. مقدار اسانس در برگهای خشک بین 5/0 تا 5/1 درصد می‌باشد. مهمترین تركیبات اسانس را سینئول، كامـفور، بورنـیل استات و اسید رزماریك تشكیل می دهد. تركیبات دیگر گیاه را موادی نظیر فلاونوئیدهای آپی ژنین، روتین، لوتئولین و كومارین های آمبلی فرون، هرنیارین تشكیل و اسیدهای گیاهی نظیر اسید كافئیك نیز در برگهای این گیاه وجود دارد. مهمترین ترکیبات آن مشتقات اسید کافئیک: مهمترین آنها اسید رزمارینیک است. اسید رزمارینیک یک ماده ی محلول در آب است به همین خاطر در فرآورده های آبی بیشتر استفاده میشود در حالی که اسید کارنوسیک یک ماده ی محلول در چربی بوده و در فرآورده های حاوی چربی مورد استفاده قرار میگیرد (روم، 1988). اسید کارنوسیک ترکیب فعال گیاه رزماری است که یک ماده‌ی نوروپروتکتیو عاری از عوارض جانبی محسوب می شود.90% خاصیت آنتی اکسیدانی رزماری مربوط به این ماده است (زرگری، 1368). محققان متعددی گزارش کردند که اثر آنتی اکسیدانی رزماری در بخش غیراسانسی عمدتا مربوط به ترکیب های فنلی دی ترپنی نظیر کارنوزول، رزمانول، کانوزیک اسید و متیل کارنوزات و اسیدهای فنولیک نظیر رزمارینیک اسید و کافئیک اسید می باشد (ارکان و همکاران، 2008؛ رومانو و همکاران، 2009؛ ترپینک و همکاران، 2009). مدیریت خروس و حفظ باروری آن در دوران تولید یکی از مهمترین مسائلی است که بطور دائم توجه ویژه مدیران واحد های مرغ مادر را بخود جلب میکند. متاسفانه برخورد نامناسب با این موضوع در پارهای موارد منجر به از دست رفتن خروسهای گله، کاهش شدید باروری تخممرغ و ضرورت جایگزینی خروسهای گله با خروسهای جوان میگردد که جدای از مخاطرات بهداشتی این عمل که معمولا گله ها را بی نصیب نمی گذارد، برگشت نطفه داری گله به حد مطلوب نیز انجام نمیپذیرد. تاثیر خروس در باروری کل گله بسیار زیاد و به دو عامل عمده یعنی فعالیت جفتگیری و کیفیت اسپرم بستگی دارد (براک و همکاران، 1998). سطح باروری در گلههای مادر گوشتی در آغاز دوره تولید مثلی (40- 30 هفتگی) میتواند به بالای 95% نیز برسد، اما باروری به سرعت پس از 45-40 هفتگی کاهش مییابد (تداوم باروری پایین). میزان باروری در سنین بالاتر از 70-65 هفتگی از نظر اقتصادی خیلی پایین بوده و در این سن معمولاً گله حذف میشود. عملکرد تولید مثلی نسبتاً پایین گله مادر گوشتی، بطور طبیعی مربوط به پیشرفت ژنتیکی آنها برای صفات تولیدی است. مدیریت پرندگان با تولید بالا، ممکن است دشوارتر باشد و غالباً عملیات مدیریتی، همگام با پیشرفتهای ژنتیکی نیازمند به روز شدن اطلاعات می باشند. بنابراین پرندگان نیاز به یک برنامهی مدیریتی منظم و هماهنگ برای رسیدن به حداکثر پتانسیل تولیدیشان هستند (جانسون، 2011). تمامی موجودات زنده هوازي به اکسیژن نیاز داشته و از سویی با وجود ضروري بودن اکسیژن، متابولیتهاي آن همانند رادیکال هیدروکسیل (OH) آنیون سوپراکسید (O2-) و یا هیدروژن پراکسید (H2O2) بر عملکرد و ساختار سلولها تأثیر منفی نهاده و بقاء موجود زنده را در معرض خطر قرار میدهد. مجموعه مشتقات اکسیژن موسوم به انواع اکسیژن فعال بوده که بعنوان یکی از عوامل ایجاد ناباروري در پستانداران شناخته میشوند (دواساگایام و همکاران، 2004). اکسیژن فعال داراي اثري دوگانه بر عمل و ساختار سلولهاي اسپرم است به این ترتیب که از یک طرف جهت انجام برخی روندهاي طبیعی همانند واکنش آکروزومی در این سلولها ضروري بوده و از طرفی در غلظت زیاد در محیط باعث تنش اکسیداتیو میشود که موجب مهار قدرت تحرك و تغییر در شکل ظاهري سلولها شده و بدین ترتیب درصدی از ناباروري را ایجاد خواهند نمود. یکی از علائم مهم تنش اکسیداتیو در سلولها، پراکسیداسیون چربیهاي غشاء است. روند پراکسیداسیون چربی موجب تخریب ساختار غشاء، کاهش قدرت تحرك، مهار فعالیتهاي آنزیمی، و ایجاد شکستگی در DNA سلولهاي اسپرم شده و نهایتا منجر به کاهش توان باروري اسپرم میشود (روزنستراخ و فریدلندر، 2007). از جمله مولکولهایی که از اکسیژن مشتق شده و در صورت فعالیت بیش از حد، جزء اکسیدانهای مضر محسوب میشود، ROS ها میباشد. گونههایی از این اشکال رادیکالهای آزادند. رادیکالهای آزاد به دلیل داشتن الکترونهای جفت نشده از لحاظ شیمیایی بسیار فعال و واکنشگر هستند. ROSها شامل: آنیون سوپراکسید (O2-)، پراکسیدهیدروژن (H2O2) رادیکال پراکسیل (ROO-) یون هیپوکلریک (ClO-) و رادیکال بسیار فعال هیدروکسیل (OH) هستند (دواساگایام و همکاران، 2004). آنتی اکسیدانها ترکیباتی هستند که قادر به جمعآوري اکسیژن فعال و سپس خنثی سازي آنان در داخل و خارج سلولهاي بدن میباشند. سلولهاي اسپرم طی روند اسپرماتوژنز، مقدار زیادي از سیتوپلاسم خود را به همراه مواد آنتیاکسیدانی موجود در آن از دست داده و بنابراین در مقابل روند تنش اکسیداتیو حساس میشوند. مکانیسمهاي متفاوتی براي مهار تنش اکسیداتیو و کاهش آسیبهاي ناشی از آن وجود دارد که یکی از آنها استفاده از آنتی اکسیدان در محیط است. وجود آنتی اکسیدانها وضعیت ثابتی از سطح ROS را در پلاسماي منی ایجاد میکند. آنتی اکسیدانها بعنوان پاکسازي کننده رادیکالهاي آزاد، اسپرم را در برابر ROS حفاظت میکنند. به همین دلیل در برخی مطالعات به ماده رقیقکننده، آنتیاکسیدان اضافه میشود. مواد زیادي میتوانند نقش آنتیاکسیدانی داشته باشند که از جمله این مواد میتوان به برخی از گیاهان دارویی اشاره کرد (هالیول، 1974). برخی از گیاهان دارای ترکیبات باارزشی هستند که میزان قابل توجهی آنتیاکسیدان طبیعی دارند و مشخص شده است که به دنبال مصرف آنها، ظرفیت آنتی اکسیدان پلاسما به طور معنیداری افزایش یافته است (کاهکونن و همکاران، 1999). یکی از این گیاهان رزماری میباشد. رُزماری یا اِکلیل کوهی (Rosmarinus officinalis) گیاهی خشبی، چندساله و معطر است که برگ‌هایی سوزنی‌شکل و همیشه‌سبز دارد. رومارن بومی منطقه مدیترانه است. گل‌های آن در رنگ‌های گوناگون سفید، صورتی، بنفش یا آبی می‌رویند (روم، 1988). از نظر خواص طبی و دارویی رومارن اثر ضدعفونی کننده و معرق داشته و جریان خون را در اندامهای شکمی افزایش میدهد و در تحریک میزان ترشح شیرههای گوارشی و صفرا بسیار مفید است. این گیاه شفا بخش برای معالجه رماتیسم، فلج، سستی اعضاء، تشنج، اختلالات عصبی و تنفسی و همچنین نارسایی کبد و کیسه صفرا مفید و موثر است. رزماری به عنوان یک ماده مقوی و محرک استفاده میشده است. یونانیان قدیم جهت تقویت حافظه از آن استفاده میکردهاند. رزماری مدتها است که به عنوان یک چاشنی غذایی و همچنین آنتیاکسیدان برای محافظت از غذاها به کار میرود (اینوئه و همکاران، 2005؛ تادئی و همکاران، 1998). مواد مؤثره این گیاه را اسانس، تانن و مواد تلخ تشکیل میدهد که در برگها و گلهای رزماری وجود دارد. مقدار اسانس در برگهای خشک بین 5/0 تا 5/1 درصد می باشد. ترکیبات آنتیاکسیدانی رزماری شامل اسید رزمارینیک و اسید کارنوسیک است. اسید رزمارینیک یک ماده محلول در آب است به همین خاطر در فرآوردههای آبی بیشتر استفاده میشود در حالی که اسید کارنوسیک یک ماده محلول در چربی بوده و در فرآوردههای حاوی چربی مورد استفاده قرار میگیرد (روم، 1988). اسید کارنوسیک ترکیب فعال گیاه رزماری است که یک ماده نوروپروتکتیو عاری از عوارض جانبی محسوب می شود.90% خاصیت آنتی اکسیدانی رزماری مربوط به این ماده است (زرگری، 1368). در سالهای اخیر بنا به دلایلی از جمله مسائل مربوط به سلامت و بهداشت، توجه زیادی به سوی آنتیاکسیدانهای طبیعی معطوف گردیده است و تحقیقات گستردهای به منظور به کارگیری این ترکیبات در مواد غذایی به جای آنتی اکسیدانهای غیر طبیعی در دست اجرا قرار گرفته است. نکته در خور توجه در مورد آنتیاکسیدانهای طبیعی این است که این مواد برخلاف آنتیاکسیدانهای مصنوعی، نه تنها زیانآور نیستند (مثلا مواردی از سرطانزایی در اثر استفاده از آنتیاکسیدانهای مصنوعی در حیوانات آزمایشگاهی مشاهده شده است) بلکه مصرف آنها میتواند به حفظ و تامین سلامت بیشتر برای انسان بینجامد (دانروف، 2010). بنظر میرسد که عصاره رزماری نیز که حاوی ترکیبات متعدد با خاصیت آنتیاکسیدانی است بتواند به عنوان عامل مهمی در جهت تقویت و تحریک سیستم تولید مثلی در خروس عمل کند. با توجه به آنکه فراسنجههای کیفی اسپرم و باروری آن به عنوان اصلیترین شاخص تولید مثلی در خروس مطرح میباشد، لذا بهبود این فراسنجهها در خروسهای گله مادر ضروری به نظر میرسد. منابع اتچز، ر. ج. 1380. تولید مثل در پرندگان اهلی (برگرداننده: محمد جواد ضمیری). انتشارات دانشگاه شیراز، 423 ص. افتخاری م، نیازی حصارسفیدی س. 1389. تاثير كاربرد مكمل گياه دارويي رزماري در بهبود ماندگاري و كيفيت گوشت در جوجه هاي گوشتي. پنجمین همایش ملی ایده های نو در کشاورزی. 29-28 بهمن. ص 42-38. امید بیگی، ر. (1384). تولید و فرآوری گیاهان دارویی. ویرایش سوم، چاپ اول. جلد اول. انتشارات آستان قدس رضوی. مشهد. حسینی، ن.، ملکی راد، ع.، چنگیزی، س و ناظمی، م. 1391. بررسی قابلیت اسانس و فراکشن های مختلف عصاره متانولی آویشن شیرازی، مریم گلی، رزماری، خالواش و دارچین در مهار رادیکال آزاد. مجله علمی و پژوهشی دانشگاه علوم پزشکی شهید صدوقی یزد، دوره 20، شماره 1، صص 28-38. زرگری ع. 1368.گیاهان دارویی. انتشارات دانشگاه تهران. ص 71. ضمیری، م. ج.، هاشمی، م و بوستانی، ع. 1384. ارزیابی چندین رقیق کننده برای نگهداری اسپرم خروس های بومی در دو دما. مجله علوم کشاورزی ایران، جلد 36، شماره 3، صص 603-612. گلزار ادبی، ش.، رحیمی، ش.، کمالی، م و کریمی ترشیزی، م. 1386. اثر ال-کارنیتین و پودر چربی گیاهی بر کیفیت اسپرم خروس ها و باروری و جوجه درآوری مرغ های مادر گوشتی. مجله تحقیقات دامپزشکی، دوره 62، شماره 3، صص 107-114. محمود زاده، ع.ر.(1380). تولید مثل در حیوانات مزرعه ای. (تالیف حافظ) چاپ اول دانشگاه آزاد اسلامی، ص 397. معمار، م و ضمیری. م. ج. 1384. پراکنش فصلی ویژگی های منی و باروری خروس های بومی فارس. مجله علوم کشاورزی ایران، جلد 36. هاشمی، م. 1370. فیزیولوژی تولید مثل و تلقیح مصنوعی. چاپ اول، انتشارات فرهنگ جامع، ص 302. Anderson, G.J., Connor, W.E., Corliss, J.D., and Lin, D.S. (1989) Rapid Modulation of the n-3 Docosahexaenoic Acid Levels in the Brain and Retina of the Newly Hatched Chick, J. Lipid Res, 30, 433–441. Angioni A, Barra A, Cereti E, Barile D, Coisson JD, Arlorio M, Dessi S, Coroneo V and Cabras P. 2004. Chemical composition plant genetic differences antimicrobial and antifungal activity investigation of the essential oil of Rosmarinus officinalis. Agricultural Food Chemistry 52: 3530-3535. Bajpai, P.K. 1963. The effect of photoperiodicity on semen characteristics of poultry. Poultry Sci. 42:462-465. Bara MTF and Vanetti MCD. 1996. Antimicrobial effect of spices on the growth of Yersinia enterocolitica. Journal of Herbs Spices Medicinal Plants 3: 51-58. Bearer, E.L., and Friend, D.S. (1982) Modifications of Anionic-Lipid Domains Preceding Membrane Fusion in Guinea Pig Sperm, J. Cell Biol. 92, 604–615. Brake, J., S.D. Peak, and J.J. Bruzual, 1998. The relationship between male: female ratio and fertility in broiler breeders. Proceedings Of the Poultry Science Association meeting.Pennsylvania.Abstr.249. Breque C., Surai P. & Brillard J. P. (2003). Roles of antioxidants on prolonged storage of avian spermatozoa in vivo and in vitro. Molecular Reproduction and Development, 66, 314-323. Burrows WH and Quinn JP. 1937. The collection of spermatozoa from the domestic fowl and turkey .Poultry Science 26:19-24 Cabuk M, Alcicek A, Bozkurt M and Imre N. 2003. Antimicrobial properties of the essen- tial oils isolated from aromatic plants and using possibility as alternative feed additives.II.National Animal Nutrition Congress,18-20.september,pp:184-187. Cerolini S., Zaniboni L., Maladgian A. & Gliozzi T. 2006. Effect of docosahexaenoic acid and á-tocopherol enrichment in chicken sperm on semen quality, sperm lipid composition and susceptibility to peroxidation. Theriogenology, 66, 877-886 Cerolini, S., K.A. Kelso, R.C. Noble, B.K. Speake, F. Pizzi, & L.G. Cabalchin. 1997. Relationship between spermatozoa lipid composition and fertility during aging of chickens. Biol. Reprod. 57:976-980. Cerolini, S., Gliozzi, T.M., Pizzi, F., Parodi, L., Maldjian, A., and Noble, R. (2002) Relationship Between Lipid Components and Cell Functions in Spermatozoa of Domestic Animals, Prog. Nutr. 4(2), 1–4. Cook, H.W. (1996) Fatty Acid Desaturation and Chain Elongation in Eucaryotes, in Biochemistry of Lipids, Lipoproteins and Biomembranes, Vance, D.E. and Vance, J., Elsevier, Amsterdam, pp. 129–152. Daferera DJ, Ziogas BN and Polissiou MG. 2003. The effectiveness of plant essential oils on the growth of Botrytis cinerea Fusarium sp. and Clavibacter michiganensis subsp. Michiganensis. Crop Protection 22: 39–44. Darin-Bennet, A., Poulos, A., and White, I.G. (1974) The Phospholipids and Phospholipid-Bound Fatty Acids and Aldehydes of Dog and Fowl Spermatozoa, J. Reprod. Fert. 41, 471–474. Devasagayam TPA, Tilak JC, Boloor KK, Sane Ketaki S, Ghaskadbi Saroj S, Lele RD. 2004. Free Radicals and Antioxidants in Human Health: Current Status and Future Prospects. Journal of Association of Physicians of India (JAPI) 52: 796. Djenane D, Sanchez-Escalante A, Beltran JA and Roncales P. 2002. Ability of a-tocopherol taurine and rosemary in combination with vitamin C to increase the oxidative stability of beef steaks packaged in modified atmosphere. Food Chemistry 76:407–415. Erkan, N. Ayranci, G. and Ayranci, E., 2008. Antioxidant activities of rosemary (Rosmarinus Officinalis L.) extract, blackseed (Nigella sativa L.) essential oil, carnosic acid, rosmarinic acid and sesamol. Food Chemistry 110: 76-82. Farid, A., M.J. Zamiri & J. Pourreza. 1987. Evaluation of poultry population of southern Iran. I – Problems and prospects of poultry production in rural areas. World Rev. Anim. Prod. 23:13-19. Fellenberg MA, Speisky H. 2006. Antioxidants: their effects on broiler oxidative stress and its meat oxidative stability. World Poultry Sci J. 2006; 62(1): 53-7. Feroman, D. P., and A. J. Feltmann. 1998. Sperm mobility: A quantitative trait of the domestic fowl (Gallus domesticus). Biology of Reproduction. 58: 379. Finkel T, Holbrook NJ. 2000. Biology of ageing. Nature, 408:239–247. Froman, D.P., and Thurston, R.J. (1984) Decreased Fertility Resulting from Treatment of Fowl Spermatozoa with Neuraminidase or Phospholipase C, Poul. Sci. 63, 2479–2482. Froman,D.P. & J.D. Kirby. 2000. Male reproduction. In: Reproduction in Farm Animals (B. Hafez and E.S.E. Hafez, Eds.), 7th edn., Lippincott, Williams and Wilkins, Philadelphia, p. 237-242. Grogan, W.M., and Huth, E.G. (1983) Biosynthesis of Long-Chain Polyenoïc Acids from Arachidonic Acid in Culture of Enriched Spermatocytes and Spermatids from Mouse Testis, Lipids, 18, 275–284. Halliwell B. 1974. Superoxide Dismutase, Catalase and Glutathione Peroxidase: Solutions to the Problems of Living with Oxygen. New Phytologist. 73-6: 1075-1086. Hammer KA, Carson CF, and Riley TV. 1999. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. Journal of Applied Microbiology 86: 985–990.] Hancock JL. 1951. A Staining Technique for the Study of Temperature-Shock in Semen. Nature, 167: 323-324. Harris, J.R., J.A. Benson & R.S. Sellers. 1984. The influence of day length, body weight and age on reproductive ability of broiler breeder cockerels. Poultry Sci. 63:1705-1710. Hernandez F, Madrid J, Garcia V, Orengo J and Megias MD. 2004. Influence of two plant extracts on broilers performance digestibility, and digestive organ size. Poultry Science 83:169-174. Inatani R, Nakatani N and Fuwa H. 1983. Antioxidative effect of the constituents of rosemary (Rosmarinus officinalis L.) and their derivatives. Agricultural Biology Chemistry 47: 521-528. Inoue K, Takano H, Shiga A, Fujita Y, Makino H, and Yanagisawa R.2005. Effects of volatile constituents of a rosemary extract on allergic airway inflammation related to house dust mite allergenin mice. International Molecular Medicine Journal: 16 (2): 315-319. Jacobs, S.(2002) L-carnitine feed distributors meeting. Update Poultry Prague, June 30th to july 3rd. Kahkonen M, Hopia AI, Vuorela HJ, Rauha JP, Pihlaja K, Kujla TS, et al. Antioxidant activity of plant extracts containing phenolic compounds. J Agric Food Chem 1999;47:3954-3962. Kelso, K.A., Cerolini, S., Noble, R.C., Sparks, N.H.C., and Speake, B.K. (1996) Lipid and Antioxidant Changes in Semen of Broiler Fowl from 25 to 60 Weeks Old, J. Reprod. Fert.106, 201–206. Kliskic M, Radosevic J, Gudic S and Katalinic VL. 2000. Aqueous extract of Rosmarinus officinalis as inhibitor of Al±Mg alloy corrosion in chloride solution. Journal of Applied Electrochemistry 30: 823-830. Labbé, C., Loir, M., Kaushick, S., and Loir, M. (1995) Thermal Acclimation and Dietary Lipids Alters the Composition but not the Fluidity of Trout Sperm Plasma Membranes, Lipids 30, 23–33. Lemonica IP, Demasceno DC, Di-Stasi LC. 1996. Study of the embryonic effects of an extract of rosemary (Rosmarinus officinalis L.). Brazilian Journal of Medical Biology Research: 29(2): 223-227. Lin, D.S., Connor, W.E., Wolf, D.P., Neuringer, M., and Hachey, D.L. (1993) Unique Lipids of Primate Spermatozoa: Desmosterol and Docosahexaenoïc Acid, J. Lipid Res. 34, 491–499. Malo C, Gill L, and Martin F. 2010. Anti-oxidant supplementation improve boar sperm charasterictics and fertility after cryopreversation: comparison between systein and rosemary. Cryobiology: 61:142-147. Martínez-Cayuela M. Oxygen free radicals and human disease. Biochemie 1995; 77(3): 147-61. Minnunni M, Wolleb U, Mueller O, Pfeifer A, Aeschbacher HU. 1992. Natural antioxidants as inhibitors of oxygen Natural antioxidants as inhibitors of oxygen species induced mutagenicity. Mutation Research: 269(2): 193-200. Naraghy M. 2003. Curative flowers and plants. Amir Kabir Press. Iran. 240 PP. Neuman, S. L., Lin, T., Hester, P. Y.(2000) The effect of dietary carnitine on semen traits of white leghorn roosters. Poultry Sci. 81: 495-50. Oehlert, G. W. 2000. Comparing models: The analysis of variance. Pages 44–52 in A First Course in Design and Analysis of Experiments. W. H. Freeman and Co., New York, NY. Pawar, V. C. and Thaker, V. S. 2007. Evaluation of the anti-Fusarium oxysporum sp. cicer and anti-Alternaria porri effects of some essential oils. World Journal of Microbiology and Biotechnology 23:1099–1106. Penny, P.C., Noble, R.C., Maldjian, A., and Cerolini, S. (2000) Potential Role of Lipids for the Enhancement of Boar Fertility, Pigs News Inf. 21, 119–126. Poulos, A., Darin Benett, A., White, I.G., and Hoskin, D.O. (1973) The Phospholipid Bound Fatty Acids and Aldehydes of Mammalian Spermatozoa, Comp. Biochem. Physiol. 46, 541–549. Ramadan T. A., Taha T. A., Samak M. A. & Hassan A. (2009). Effectiveness of exposure to long day followed by melatonin treatment on semen characteristics of Damascus male goats during breeding and non-breeding seasons. Theriogenology, 71, 458-468. Reiter R. J., Tan D. X., Manchester L. C., Paredes S. D., Mayo J. C. & Saniz R. M. (2009). Melatonin and reproduction revisited. A mini review. Biologly of Reproduction, 81, 445-446. Rettersol, K., Haugen, E.B., and Christopherson, B.O. (2000). The Pathway from Arachidonic to Docosapentaenoic Acid (20:4n-6 to 22:5n-6) and from Eicosapentaenoic to Docosahexaenoic and from Eicosapentaenoïc to Docosahexaenoïc Acid (20:5n-3 to 22:6n-3) Studied Intesticular Cells from Immature Rats, Bioch. Biophys. Acta 1483, 119–131. Rodriguez C., Mayo J. C., Sainz R. M., Antolin I., Herrera F., Martin V. & Reiter R. J. (2004). Regulation of antioxidative enzymes: a significant role for melatonin. A mini review. Journal of Pineal Research, 36, 1.9. Romano, C.S., Abadi, K., Reppeto, V., Vojnov, A.A. and Moreno, S., 2009. Synergistic antioxidant and antibacterial activity of rosemary plus butylated derivatives. Food Chemistry, 115(2): 456-461. Room A. 1988. A Dictionary of True Etymologies. Taylor & Francis. p. 150. ISBN 978-0-415-03060-1. Rosenstrauch A and Friedlander M. 2007. Spermatozoa retention causes the normal reduction of fertility in aging roosters. Acta Microscopica 16 No1-2,(Supp.2). Santoyo S, Cavero S, Jaime L, Ibañez E, Señoráns FJ and Reglero G. 2005. Chemical composition and antimicrobial activity of Rosmarinus officinalis L. essential oil obtained via supercritical fluid extraction. Journal of Food Protection 68(4): 790-795. Sardesai, V.M. (1992) Biochemical and Nutritional Aspects of Eicosanoids, J. Nutr. Biochem. 3, 562–579. Scott, T.W. (1973) Lipid Metabolism of Spermatozoa, J. Reprod. Fert. suppl. 18, 65–76. Sexton, K.J. & J.A. Renden. 1988. Effects of feeding regimen during early development on body composition, gastrointestinal tract size and semen quality of broiler breeder cockerels after maturation. Poultry Sci. 67:835-841. Sharafi M, Zhandi M, Sharif A. 2013. In vitro assessment of rosemary extract for cryopreservation of ram semen. Small Ruminant Research. In press. Sies H. Antioxidants in Disease, Mechanisms and Therapy. New York: Academic Press; 1996. Smith-Palmer A, Stewart J and Fyfe L. 1998. Antimicrobial properties of plant essential oils and essences against five important food-borne pathogens. Applied Microbiology 26:118-122. Soller, M., H. Schindler & S. Bornstein. 1965. Semen characteristics, failure of insemination and fertility in Cornish and White Rock males. Poultry Sci. 44:424-432. Sotelo-Felix, J.I., Martinez-Fong, D. and Muriel, P. 2002. Protective effect of carnosol on CCl (4)-induced acute liver damage in rats. Eur J Gastroenterol Hepatol., 14: 1001-1006. Stubbs, C.D., and Smith, A.D. (1984) The Modification of Mammalian Polyunsaturated Fatty Acid Composition in Relation to Membrane Fluidity and Function, Biochim. Biophys. Acta. 779, 89–137. Stradaioli, G., Zelli, R., Chiodi, P., Monaci, M.(2004) Effect of L- carnitine administration on the seminal characteristics of oligoasthenospermic stallions. Theriogenol.62:761-777. Surai P. F., Brillard J. P., Speake B. K., Blesbois E., Seigneurin F. & Sparks N. H. (2000). Phospholipid fatty acid composition, vitamin E content and susceptibility to lipid peroxidation of duck spermatozoa. Theriogenology, 53, 1025-1039. Taddei I, Giachetti D, Taddei E and Mantovani P. 1988. Spasmolytic activity of peppermint, sage and rosemary essences and their major constituents. Fitoterapia., 59: 463-468. Terpinc, P., Bezjak, M. and Abramovic, H., 2009. A kinetic model for evaluation of the antioxidant activity of several rosemary extracts. Food Chemistry, 115(2): 740-744. Valenzuela A, Sanhueza J, Alonso P, Corbaria A and Nieto S. 2004. Inhibitory action of conventional food-grade natural antioxidants and natural antioxidants of new development on the thermalinduced oxidation of cholesterol. International Journal of Food Science and Nutrition 55: 155-162. Vareltzis K, Koufidis D, Gavriilidou E, Papavergou E and Vasiliadou S. 1997. Effectiveness of natural rosemary (Rosmarinus officinalis) extract on the stability of filleted and minced fish during frozen storage. Springer Verlag 205:93-96. Zanganeh L, Zhandi M, Zare Shahne A, Towhidi A. 2013. Does rosemary extract have effect on the goat semen. Small Ruminant Research. In Press. Zaniboni L. & Cerolini S. (2009). Liquid storage of turkey semen: Changes in quality parameters, lipid composition and susceptibility to induced in vitro peroxidation in control, n-3 fatty acids and alphatocopherol rich spermatozoa. Animal Reproduction Science, 112, 51-65. Zaniboni L. & Cerolini S. (2009). Liquid storage of turkey semen: Changes in quality parameters, lipid composition and susceptibility to induced in vitro peroxidation in control, n-3 fatty acids and alphatocopherol rich spermatozoa. Animal Reproduction Science, 112, 51-65.